WETERYNARIA

Zygmunt Pejsak
Wydział Medycyny Weterynaryjnej
Uniwersytet Rolniczy w Krakowie

Od czego zależy skuteczność szczepień świń?

Profilaktyka swoista stała się w ostatnich 20 latach jednym z najważniejszych narzędzi ochrony zwierząt przed chorobami. Z każdym kolejnym rokiem dysponujemy rosnącą liczbą coraz lepszych i bezpieczniejszych szczepionek (biopreparatów). Jednocześnie bezwzględnie wprowadzane ograniczenia w stosowaniu chemioterapeutyków, w tym antybiotyków, jednoznacznie ukierunkowują ochronę zdrowia zwierząt przede wszystkim w stronę skutecznej bioasekuracji stad, zabezpieczenia zwierzętom dobrostanu oraz profilaktyki swoistej.

Celem profilaktyki swoistej w odniesieniu do stad podstawowych jest w pierwszym rzędzie stabilizacja immunologiczna stada podstawowego loch w aspekcie określonego czynnika patogennego uzyskiwana poprzez swoiste – czynne uodpornienie samic. Często szczepienia loch ukierunkowane są przede wszystkim na bierne uodpornienie ich potomstwa przed chorobotwórczymi czynnikami zakaźnymi.

Z reguły pełne programy swoistej ochrony zwierząt przed chorobami zakaźnymi wykorzystywane są przez najlepszych producentów i hodowców świń; tych którzy zauważyli korzystne efekty takiego postępowania.

Podstawą skutecznej immunoprofilaktyki jest precyzyjne określenie sytuacji zdrowotnej stada w tym identyfikacja – na poziomie serotypu – krążących w stadzie czynników chorobotwórczych. W dalszej kolejności ważny jest dobór biopreparatu (biopreparatów) i opracowanie programu szczepień. Niezbędne jest ustalenie właściwych terminów wykonania szczepień oraz profesjonalnego wykonania immunizacji zwierząt.

Jak wspomniano, program szczepień stada podstawowego loch zależy od sytuacji zdrowotnej, która może być obiektywnie oceniona poprzez prawidłowo wykonane badania kliniczne, sekcyjne i laboratoryjnie. Dopiero na podstawie wyników wielokierunkowych badań możliwe jest prawidłowe określenie zakresu koniecznych szczepień.

Bez badań można przyjąć, że wszystkie lochy wchodzące w skład stad podstawowych powinny być szczepione przeciwko różycy i parwowirozie. W zasadzie każde stado świń jest zainfekowane tymi dwoma czynnikami patogennymi. Ponadto dla ochrony stad podstawowych prowadzone powinny być najczęściej szczepienia przeciwko: PRRS, zakażeniom cirkowirusowym, grypie świń, zakażeniom beztlenowcami i inne.

Warto dodać, że o celowości szczepień powinna decydować sytuacja epizootyczna stada oraz dokładne przeanalizowanie skali strat rejestrowanych w danym obiekcie, związanych z występowaniem określonego czynnika chorobotwórczego. Niekiedy, mimo krążenia w populacji zwierząt patogenów potencjalnie chorobotwórczych, straty są minimalne lub żadne. W takiej sytuacji celowość inwestowania w szczepienia powinna być dokładnie oszacowana.

Niejednokrotnie zasadniczym celem szczepienia loch jest uodpornianie bierne prosiąt. W wielu przypadkach (ale nie zawsze) postępowanie takie jest uzasadnione, także ze względów ekonomicznych. Lepiej immunizować lochę 3 lub nawet 5 razy w roku, by uodpornić biernie np. 30 urodzonych przez nią noworodków, niż uodparniać prosięta. Powyższe proste wyliczenie uwidacznia nie tylko immunologiczną, ale także ekonomiczną zasadność immunizacji loch – w celu uodpornienia prosiąt – zawsze, kiedy jest to potrzebne i możliwe. Niestety, niejednokrotnie oparcie się wyłącznie na ochronie zdrowia świń poprzez ich uodpornianie bierne jest niewystarczające.

Należy pamiętać, że mechanizmy przekazywania odporności biernej od matek do ich potomstwa różnią się zależnie od gatunku zwierzęcia. U ludzi przeciwciała matczyne przekazywane są płodom poprzez łożysko, a karmienie noworodków piersią, poza ochroną błony śluzowej przewodu pokarmowego, praktycznie nie ma wpływu na poziom odporności ogólnej przeciw zakażeniom.

U świń, koni, owiec, kóz i krów odporność bierna (siarowa, laktogenna) przekazywana jest wyłącznie za pośrednictwem siary. U psów i kotów bierna odporność przekazywana jest potomstwu zarówno przez łożysko, jak i z siarą. Warto przypomnieć, że otrzymane od matki przeciwciała interferują z efektywnością indukowania odporności czynnej, co należy brać pod uwagę w strategii programów szczepienia młodych zwierząt. W tym przypadku pamiętać należy o tak zwanym oknie immunologicznym, to znaczy okresie, w którym zanika odporność bierna, a nie doszło jeszcze do infekcji zwierząt. Szczepienia świń powinny być wykonywane właśnie w tym czasie. Moment ten można określić przez wykonanie badania profilu serologicznego stada w odniesieniu do poszczególnych czynników patogennych.

Odporność bierna odgrywa kluczową rolę jako ochrona przed chorobami zakaźnymi w pierwszym okresie życia świń. Ten sposób zabezpieczania młodych organizmów uznać należy za prawie wyłączny, ponieważ nie są one zdolne wytwarzać odporności czynnej ze względu na niedojrzałość układu immunologicznego.

Determinujące odporność bierną, indukowane poprzez szczepienia loch immunoglobuliny koncentrują się w wydzielinie gruczołu mlekowego samic świń i innych ssaków (siara) w okresie końcowych tygodni ciąży.

W siarze w pierwszych kilkudziesięciu godzinach po porodzie, oprócz immunoglobulin klasy IgG, stwierdza się także zróżnicowane, ale znacznie mniejsze ilości IgA, IgM i IgE. Ilość immunoglobulin poszczególnych klas zależy między innymi od gatunku zwierzęcia oraz jego cech indywidualnych. Wchłanianie przeciwciał siarowych po pobraniu ich przez noworodki odbywa się drogą pokarmową, poprzez ścianę jelita do naczyń chłonnych i układu krwionośnego w okresie do 72 godzin po porodzie, przede wszystkim w pierwszych 16 godzinach życia oseska. Główną wchłanianą immunoglobuliną jest IgG, ale absorbowane są też immunoglobuliny innych klas. Ilość wchłanianych immunoglobulin zależy między innymi od ich zawartości w siarze, ilości pobranej siary oraz czasu jej pobrania, licząc od momentu urodzenia do przyjęcia siary. Szczyt absorpcji immunoglobulin u prosiąt przypada na 2-4 godzinę po pobraniu siary.

Ważną rolę w procesie kreowania odporności biernej odgrywa znajdujący się w siarze siarowy inhibitor trypsyny – chroniący pobrane z siarą immunoglobuliny przed ich strawieniem w przewodzie pokarmowym. Zawartość wspomnianego inhibitora spada gwałtownie wraz z każdą kolejną godziną życia prosiąt.

Poziom odporności biernej u poszczególnych osesków związany jest również z czasem trwania akcji porodowej. W przypadku wyraźnie przedłużających się porodów (ponad 3 godziny) poziom odporności biernej u ostatnich rodzących się prosiąt jest zazwyczaj niższy niż  u tych prosiąt, które urodziły się pierwsze i wcześniej pobrały siarę.

W kolejnych dniach laktacji wraz ze zmianą charakteru wydzieliny i wytwarzaniem mleka u loch dominujące w wydzielinie gruczołu mlekowego stają się przeciwciała klasy IgA. Immunoglobulina ta, nie wchłaniając się do krwiobiegu, spełnia ochronną rolę miejscowo w obrębie przewodu pokarmowego.

Z siarą mogą być przekazywane noworodkom także niektóre ważne białka, związane z odpornością komórkową, między innymi mediatory całego układu immunologicznego określane nazwą cytokin, w tym interleukiny (np. IL-1, IL-2, TNF-α, TNF-γ i inne). Poza cytokinami w siarze obecnych jest wiele komórek immunokompetentnych. Komórki te przeżywają w przewodzie pokarmowym noworodków przez kilka dni, pozostając w tym czasie czynne immunologicznie. Wspomagają one nie tylko ochronę przed zakażeniami, ale także rozwój własnych mechanizmów odpornościowych rosnących zwierząt.

Przeciwciała z siary i w niewielkim stopniu z mleka, chroniąc organizm przed namnażaniem się w nim chorobotwórczych patogenów, blokują rozwój odporności indukowanej czynnie przez aplikację szczepionek. W konsekwencji szczepienia prosiąt należy przeprowadzać wtedy, kiedy odporność bierna, z uwagi na obniżanie się z upływem czasu jej poziomu, nie jest w stanie przeciwdziałać wytwarzaniu się silnej i długotrwałej odporności czynnej.

Ze wspomnianego powodu w większości przypadków szczepionki należy podawać prosiętom nie wcześniej niż w wieku 3-6 tygodni, a niekiedy nawet powyżej 10-12 tygodnia życia. W przypadku konieczności podania 2 dawek szczepionki, co ma miejsce najczęściej, drugie podanie biopreparatu powinno być dokonane w odstępie 2-4 tygodni. W przypadku zwierząt starszych – lochy, knury – kolejne szczepienia należy powtarzać co 4-6 miesięcy.

Do tzw. podstawowych szczepionek dla świń zalicza się biopreparaty przeciw: różycy, parwowirozie, zakażeniom cirkowirusowym, mykoplazmowemu zapaleniu płuc, pleuropneumonii świń, PRRS, grypie, kolibakteriozie, zakaźnemu zanikowemu zapaleniu nosa, i chorobie obrzękowej.

Warto pamiętać, że u niektórych osobników obserwuje się niekiedy genetycznie determinowane upośledzenie (zróżnicowanie) odpowiedzi immunologicznej po immunizacji. Odsetek takich zwierząt jest niewielki, indywidualnie zróżnicowany i zależny od rasy świń. Należy podkreślić, że w praktyce przyczyną nienabycia odporności poszczepiennej częściej są błędy popełniane w procesie immunizacji niż wspomniane defekty genetyczne.

Omawiając korelację między poziomem odporności humoralnej, czyli wysokością miana przeciwciał a odpornością na zakażenie – warto zauważyć, że występuje ona tylko w przypadku niektórych zakażeń.

Dodatkowo miano (poziom) i czas utrzymywania się swoistych przeciwciał jest zróżnicowany w zależności od czynnika patogennego i kondycji zwierzęcia, w tym jego żywienia. Ważną rolę w omawianym aspekcie odgrywają często występujące jednoczesne zakażenia świń kilkoma różnymi czynnikami patogennymi, w tym drobnoustrojami mającymi właściwości immunosupresyjne. Zaliczyć należy do nich między innymi wirus choroby Aujeszkego (chA), wirus PRRS, drobnoustroje Mycoplasma hyopneumoniae czy też cirkowirusa świń (PCV2). Immunosupresyjnie na układ immunologiczny świń oddziaływają również niektóre mikotoksyny.

W profilaktyce swoistej dostępne i powszechnie stosowane szczepionki dzielimy na inaktywowane – zawierające zabite antygeny bakterii czy wirusów oraz szczepionki żywe osłabione, czyli atenuowane. W zależności od czynnika patogennego konieczne jest stosowanie określonego rodzaju szczepionek.

Dla przykładu w profilaktyce salmonellozy przydatne są szczepionki atenuowane (żywe), podczas gdy w ochronie przed kolibakteriozą szczepionki inaktywowane.

Szczepionki atenuowane:

1) stymulują odporność humoralną i komórkową,

2) indukują powstanie komórek pamięci immunologicznej (zarówno B, jak i T),

3) determinują powstanie długowiecznych komórek plazmatycznych.

Należy pamiętać, że podanie szczepionki żywej może prowadzić do przejściowej immunosupresji (określanej też jako faza negatywna), czyli zwiększonej wrażliwości na infekcję. Może ona trwać od kilku do kilkunastu dni. Czas utrzymywania się immunosupresji zależy od rodzaju i składu szczepionki. Żywe, atenuowane szczepy szczepionek zazwyczaj wydalane są okresowo do środowiska, co może trwać do kilku tygodni. Przykładem na powyższe jest stwierdzone u świń siewstwo atenuowanych szczepów wirusa zespołu rozrodczo-oddechowego (PRRS) – w przypadku stosowania żywych szczepionek przeciwko tej chorobie. Atenuacja na ogół pozbawia szczep szczepionkowy zjadliwości, przede wszystkim dla określonego gatunku zwierząt. Wykorzystywanie szczepionki żywej u innego gatunku może stanowić ryzyko dla zdrowia. Przykładem jest zastosowanie u lisów lub owiec żywej szczepionki przeciw chA, pierwotnie przeznaczonej do uodporniania świń. Podanie takiego rodzaju biopreparatu wymienionym gatunkom zwierząt prowadzi do ich śmierci.

Poszczepienna odporność przeciwzakaźna przekazywana od loch noworodkom polega m.in. na neutralizacji czynników patogennych lub ich toksyn na powierzchni błon śluzowych. Ma to miejsce zwłaszcza w pierwszej fazie zakażenia. Odnosi się to przede wszystkim do zakażeń bakteryjnych. W przypadku zakażeń wirusowych sytuacja jest bardziej złożona. Przeciwciała nie są bowiem w stanie zablokować namnażania się wirusa wewnątrz komórki ale mogą, jak ma to miejsce w przypadku wirusa grypy świń, blokować jego wnikanie do komórki (przeciwciała antyhemaglutyninowe).

Badania dotyczące sprawności układu immunologicznego w okresie neonatalnym, prowadzone przede wszystkim u ludzi, psów, kotów oraz na modelu myszy, wskazują, że rozwój mechanizmów obronnych jest w tym okresie życia stosunkowo wolny. Jakkolwiek u wielu gatunków ssaków, w tym u świń, wykazano zdolność do odpowiedzi immunologicznej po podaniu antygenu już u płodów (u świń powyżej 70 dnia życia płodowego), to jednak znaczenie tego rodzaju odporności w obronie przeciwzakaźnej jest minimalne i niewystarczające. Na ogół im młodsze są organizmy, tym wytwarzanie przez nie swoistych immunoglobulin klas IgG lub IgA w odpowiedzi na wprowadzone do organizmu antygeny wirusowe i bakteryjne jest słabsze. Z wielu badań wynika, że z każdym kolejnym tygodniem życia uzyskuje się wyraźnie skuteczniejszą odpowiedź na antygen podany w szczepionce. Dlatego też podanie szczepionki prosiętom należy przesunąć na termin możliwie jak najpóźniejszy po urodzeniu, ale tak, by jej aplikacja miała miejsce przynajmniej 2 tygodnie przed prawdopodobnym zakażeniem zwierząt.

Niewydolności układu immunologicznego w okresie noworodkowym nie udaje się zmniejszyć, mimo kilkukrotnego podawania szczepionki w krótkich odstępach czasu. Podobnie nie ma na to wpływu znaczne zwiększenie dawki antygenu. Badając wiele różnych biopreparatów wykazano, że przesunięcie na późniejszy okres terminu szczepień, w tym przede wszystkim podanie przypominającej (drugiej) dawki szczepionki kilka tygodni później, wpływa istotnie zwiększająco na ilość wytwarzanych przeciwciał (booster efect). Efekt ten jest wynikiem progresywnego dojrzewania układu odpornościowego, w tym zwiększania się kompetencji limfocytów B. Niepełna sprawność układu immunologicznego młodych organizmów uwidacznia się nie tylko w zakresie ilości wytwarzanych przeciwciał, ale także w ich powinowactwie (awidność), co znajduje swoje odbicie w zdolności do wiązania się z antygenami. Jak wynika z badań doświadczalnych oraz obserwacji terenowych, podanie noworodkom, dysponującym wysokim poziomem odporności biernej, pierwszej dawki szczepionki nie wyzwala z ich strony czynnego wytwarzania przeciwciał.

Powyższe nie stanowi istotnej przeszkody przy szczepieniach przeciwko M. hyo czy PCV2, które są zalecane w pierwszych tygodniach życia świń. Pozostawia jednak, co jest niezwykle ważne, swoiste piętno – doprowadza bowiem do powstania populacji limfocytów B, rozpoznających antygeny szczepionki, wywołując efekt nazywany uczuleniem (priming) limfocytów. Skutki tego zjawiska uwidaczniają się po powtórnym podaniu biopreparatu. Wtedy wytwarzanie przeciwciał następuje szybko i jest bardziej intensywne.

Co istotne w przypadku noworodków, swoista antygenowo odpowiedź komórek T, reprezentujących odporność komórkową, powstaje wcześniej niż odpowiedź humoralna, czyli już po pierwszym podaniu szczepionki. Innymi słowy, jej rozwój i wystąpienie nie są hamowane lub są hamowane – przez immunoglobuliny siarowe w wyraźnie mniejszym stopniu.

Z tego powodu wielokrotnie wykazano, że przy braku poszczepiennych przeciwciał humoralnych młode zwierzęta odporne były na zakażenie krążącymi w stadzie drobnoustrojami, co spowodowane było dostatecznym poziomem poszczepiennej odporności komórkowej.

Mechanizm blokowania w organizmie noworodka rozwoju poszczepiennej odporności przez przeciwciała siarowe można, w uproszczeniu, przedstawić następująco. W pierwszym etapie antygeny zawarte w szczepionce łączą się z krążącymi w organizmie oseska przeciwciałami matczynymi, czego rezultatem jest powstawanie kompleksów immunologicznych: antygen szczepionkowy – przeciwciało siarowe. Stopień aktywacji tym sposobem aktywności immunogennej antygenów zależy od ilości przeciwciał z jednej strony i od dawki antygenu szczepionkowego z drugiej. W przypadku gdy dawka antygenu jest wysoka i nie dochodzi do zablokowania wszystkich determinant antygenowych, czyli epitopów szczepu szczepionkowego, ma miejsce indukcja wytwarzania swoistych przeciwciał. Jeżeli dawka antygenu jest zbyt niska i ogromna większość lub wszystkie determinanty antygenu są niedostępne dla generujących odporność komórek oseska, produkcja przeciwciał jest niemożliwa lub produkowane są one w niewielkiej ilości.

Przedstawione dane wskazują, że wysoki poziom przeciwciał matczynych – z jednej strony bardzo korzystny – może ograniczać efektywność zarówno szczepionek inaktywowanych, jak i żywych (w mniejszym stopniu) w przypadku stosowania ich u młodych zwierząt, zwłaszcza w odniesieniu do odporności humoralnej. Badając blokujący wpływ przeciwciał matczynych na efektywność szczepień noworodków wykazano, że najważniejszym czynnikiem determinującym to zjawisko jest ich miano w momencie czynnej immunizacji noworodka.

Sposobem ominięcia hamującego wpływu przeciwciał matczynych na odpowiedź immunologiczną noworodka jest podawanie szczepionek na powierzchnię błon śluzowych (doustnie lub donosowo) i indukowanie tą metodą miejscowej „odporności śluzowej”.

W związku z tym, że u noworodków i młodych zwierząt miano przeciwciał na powierzchni błon śluzowych jest istotnie niższe niż we krwi, a odpowiedź immunologiczna na podany na błony śluzowe antygen jest sprawna, istnieją duże szanse uzyskania, mimo odporności siarowej, pożądanej miejscowej ochrony przed zakażeniem. Skuteczność takiego postępowania wykazano między innymi przy szczepieniach przeciwko herpeswirusom. W tym przypadku przez podawanie szczepionki na błonę śluzową nosa prosiąt.

Rozważając czynniki wpływające na efektywność szczepień nie można pominąć prawdopodobnych interakcji zachodzących między odpowiedzią układu immunologicznego na podany równocześnie ze stosowaniem antybiotyków antygen szczepionkowy. Równoczesne podanie szczepionki i antybiotyków może modulować odpowiedź poszczepienną. W badaniach eksperymentalnych z użyciem świń wykazano, że podanie tetracyklin lub chinolonów czy też cefalosporyn osłabia odpowiedź układu odpornościowego na podaną szczepionkę. Z drugiej strony aplikacja tulatromycyny lub amoksycyliny wzmacnia reakcję układu immunologicznego na podany biopreparat.

Przedstawione dane uwidaczniają złożoność zagadnienia immunoprofilaktyki – szczególnie w przypadku prowadzenia szczepień u młodych zwierząt. By uniknąć nierzadko zdarzających się niepowodzeń, przed szczepieniami konieczne jest między innymi wykonanie badań profilu serologicznego. Badaniem takim powinny być objęte poszczególne grupy wiekowe świń. Ważne jest zwrócenie uwagi na skład biopreparatu (m.in. rodzaj adjuwantu), który ma być wykorzystany w immunizacji młodych zwierząt.

Zygmunt Pejsak
Wydział Medycyny Weterynaryjnej
Uniwersytet Rolniczy w Krakowie

Pryszczyca – najbardziej groźna choroba zakaźna nie tylko bydła, ale i świń

Aktualna, zmieniająca się z dnia na dzień sytuacja Europy w zakresie najgroźniejszej i mającej niewyobrażalne skutki ekonomiczne choroby zakaźnej zwierząt, jaką jest pryszczyca (foot and mouth disease – FMD) skłania do zaprezentowania na łamach „TCh” ważnych z praktycznego punktu widzenia danych na temat tej wyjątkowo groźnej choroby.

Ta opisywana już 4000 lat temu zaraza występuje nie tylko u bydła, ale także u świń, dzików, owiec, kóz i wolno żyjących zwierząt parzystokopytnych (sarny, jelenie, łosie, żyrafy itp.). Ogółem na pryszczycę wrażliwych jest około 70 gatunków zwierząt. Według danych Światowej Organizacji Zdrowia Zwierząt (World Organization for Animal Health – WOAH) choroba występuje obecnie na terytorium ponad 100 państw kontynentu azjatyckiego i afrykańskiego.

Sytuacja epizootyczna w Europie

Najnowsza – aktualna epizootia pryszczycy w Europie rozpoczęła się w Niemczech w Brandenburgii w powiecie Markisch-Oderland zlokalizowanym około 70 km od naszej granicy. Ognisko pryszczycy stwierdzono 10 stycznia br. u trzech bawołów utrzymywanych hobbystycznie w gospodarstwie agroturystycznym. Warto podkreślić, że objawy kliniczne FMD u tego gatunku zwierząt są wyraźnie słabiej nasilone niż u krów, co miało miejsce i w tym przypadku, w związku z czym podejrzenie, a później potwierdzenie choroby było rezultatem przede wszystkim wyników badań laboratoryjnych. Uwidoczniły one obecność wirusa FMD (FMDV) w organizmie podejrzanych o chorobę zwierząt. Podjęte w ślad za tym szybkie i radykalne działania niemieckich służb weterynaryjnych uniemożliwiły rozprzestrzenienie się zarazy na inne gospodarstwa. Udowodniono to, prowadząc szeroko zakrojone przeglądy weterynaryjne gospodarstw zlokalizowanych w okręgach zapowietrzonym i zagrożonym. Wykonano jednocześnie dziesiątki tysięcy badań laboratoryjnych w kierunku obecności FMDV bydła zlokalizowanego w tych okręgach. Wszystkie wyniki były ujemne. Nie ma jednoznacznej odpowiedzi na temat źródła pochodzenia wirusa pryszczycy. Informacje prezentowane przez WOAH oraz laboratorium referencyjne Unii Europejskiej ds. pryszczycy w Maisons-Alfort (Francja) są zaskakująco lakoniczne. Najczęściej twierdzi się, że FMDV mógł dotrzeć do Niemiec z Bliskiego Wschodu, np. z Turcji. Jak na razie nie ma na to żadnego dowodu. Dwa miesiące później (7.03.2025) ognisko pryszczycy stwierdzono na Węgrzech w gospodarstwie utrzymującym około 1400 sztuk bydła mlecznego. Po następnych 2 tygodniach wykryto w tym kraju drugie ognisko pryszczycy, tym razem w stadzie liczącym około 3000 krów. Także w marcu stwierdzono pierwsze ognisko FMD w Słowacji w gospodarstwie położonym na południu kraju (powiat Dunajska Streda) w pobliżu granicy z Węgrami. Tego samego dnia potwierdzono dwa kolejne ogniska w tym samym powiecie.

Biorąc pod uwagę przedstawiony rozwój sytuacji można stwierdzić, że ta najgroźniejsza choroba zwierząt parzystokopytnych nabiera impetu i bez wątpliwości stanowi ogromne zagrożenie dla producentów bydła i świń w całej Europie.

Znając właściwości biologiczne wirusa FMD trudno przyjąć, że ognisko w Słowacji może być ostatnim, które wystąpiło w tym roku w Europie. Co więcej, należy sądzić, że ta niezwykle kosztowna choroba najprawdopodobniej rozszerzy się na kolejne kraje Europy.

Warto przypomnieć, że w Polsce ostatni raz mieliśmy do czynienia z pryszczycą w roku 1971. Od tego czasu Polska posiada status kraju wolnego od pryszczycy.

W Europie poważną epidemię tej choroby zanotowano w roku 2001, kiedy to do wybuchu FMD doszło w Wielkiej Brytanii. W jej rezultacie zabito i poddano utylizacji (najczęściej spaleniu) 6 milionów sztuk bydła, owiec i świń. Szacuje się, że epidemia ta kosztowała gospodarkę brytyjską około 8 miliardów funtów. Należy podkreślić, że epizootia pryszczycy w Wielkiej Brytanii rozpoczęła się od świń. Później rozprzestrzeniła się na krowy i owce. Zaraza doprowadziła do bankructwa tysiące brytyjskich farmerów. Niezwykle radykalne działania, które wprowadził rząd brytyjski pozwoliły na opanowanie epizootii FMD w ciągu 8 miesięcy (od lutego do października 2001.). W tym czasie wykryto i zlikwidowano w Anglii 1199 ognisk choroby. W tym samym okresie ogniska FMD wykryto w Irlandii Płn., Republice Irlandii, Francji i Holandii. Kolejna, mniejsza epidemia pryszczycy w Europie, miała miejsce również w Wielkiej Brytanii w 2007 r. Ostatnie przypadki tej choroby na naszym kontynencie stwierdzono na przełomie 2010 i 2011 r. w Bułgarii, w obwodzie Burgas, nad Morzem Czarnym.

Omawiając problem pryszczycy należy podkreślić, że tylko niezwykle radyklane i szybkie działania mogą zahamować zazwyczaj szybkie szerzenie się tej zarazy i ograniczyć straty z nią związane. Kraj, w którym wystąpi pryszczyca narażony jest na ogromne koszty finansowe związane ze zwalczaniem choroby. Administracyjne zwalczanie FMD polega m.in. na uboju zwierząt chorych, podejrzanych o chorobę czy zakażenie. Ważną składową kosztów stanowi czyszczenie i dezynfekcja pomieszczeń oraz okresowe ograniczenie obrotu zwierzętami w strefach zapowietrzonej i zagrożonej oraz ograniczenie produkcji zwierzęcej. Ogromne straty ponosi sektor przetwórstwa żywności. W skrajnych okolicznościach dochodzi do całkowitego zaprzestania działalności niektórych zakładów przetwórczych. Bardzo duże są też koszty pośrednie, wynikające m.in. z utraty zagranicznych rynków zbytu dla zwierząt i produktów pochodzenia zwierzęcego.

Podstawowym zadaniem kraju wolnego od FMD jest ochrona terytorium przed chorobą, a w przypadku gdy dojdzie do jej wybuchu, szybkie zastosowanie odpowiednich środków kontroli mających na celu ograniczenie jej rozprzestrzenienia się, a następnie całkowite zwalczenie zarazy.

Skuteczność postępowania w omawianym zakresie zależy w stopniu decydującym od sprawności działania kompetentnych władz oraz, co nie mniej ważne, odpowiedzialności wszystkich producentów zwierząt parzystokopytnych, w tym przede wszystkim producentów bydła, świń i owiec.

Wiedza, świadomość i odpowiedzialność producentów i hodowców zwierząt są elementami, które zawsze stanowią podstawę sukcesu w ochronie stad przed chorobami i ograniczaniu szerzenia się tego typu chorób.

Czynnik etiologiczny

Odpowiedzialnym za wystąpienie choroby jest FMDV. Materiałem genetycznym tego wirusa jest kwas rybonukleinowy – RNA. Drobnoustrój należy do rodziny Picornaviridae, rodzaju Aphtovirus. Obecnie znanych jest 7 serotypów wirusa pryszczycy: O, A, C, SAT1, SAT2, SAT3 i Asia1. W obrębie każdego z serotypów występuje wiele podtypów i wariantów antygenowych. W Europie stwierdzano dotychczas wyłącznie serotypy A, O, C i Asia1. Według dostępnych danych węgierskich, które weryfikowane są aktualnie przez Laboratorium Referencyjne UE (Pirbright, Wielka Brytania), do czynienia mamy z serotypem O. Ten sam serotyp stwierdzano w Polsce w trakcie epizootii FMD w roku 1971.

Omawiając właściwości wirusa należy podkreślić, że niskie temperatury sprzyjają utrzymywaniu się jego infekcyjności. W temperaturze 4-7 stopni FMDV przeżywa przez miesiące. Obecność wirusa w mleku stwierdza się już w kilkadziesiąt godzin po infekcji. Może tam zachowywać zjadliwość przez 6 dni. W skórach zwierząt padłych może przeżyć 15 tygodni, a w sianie lub słomie w temperaturze pokojowej do 20 tygodni. W zwłokach zakażonych zwierząt wirus pryszczycy może przetrwać w formie zakaźnej w tkance mięśniowej przez 11 dni, a w wątrobie nawet do 4 miesięcy. Przechorowanie zakażenia uodparnia zwierzę na powtórną infekcję wyłącznie zarazkiem tego samego typu.

Występowanie

Niezwykle szybkie szerzenie się FMD wynika z olbrzymiej zaraźliwości wirusa oraz jego zdolności do zakażania całej populacji zwierząt wrażliwych. Źródłem zarazka są zakażone zwierzęta będące w okresie inkubacji choroby. Już 9 godzin po infekcji, a więc kilka dni przed wystąpieniem jej klinicznych objawów, osobniki zakażone wydalają FMDV i niejednokrotnie stanowią zbyt późno rozpoznawaną przyczynę szerzenia się zarazy. Wirus mogą transmitować mechanicznie ludzie, wszystkie zwierzęta domowe, ptaki i gryzonie. Drobnoustrój może być przenoszony z nasieniem, mlekiem, przetworami mlecznymi, wyrobami mięsnymi lub odpadami poubojowymi. Za niezwykle ważny wektor szerzenia się choroby w chlewni czy w oborze oraz między gospodarstwami uznaje się drogę powietrzną (aerogenną). Uważa się, że przy sprzyjających warunkach w wilgotnym klimacie, przy korzystnym wietrze i niewysokiej temperaturze FMDV może doprowadzić do infekcji stad położonych w odległości 60 km od ogniska pierwotnego. Nad wodą w podobnych warunkach klimatycznych FMDV może być przeniesiony wraz z wiatrem na odległość do 300 km. Dane epizootyczne dowodzą, że szczególne zagrożenie aerogennym sposobem szerzenia się zakażeń ma miejsce w promieniu 10 km. od ogniska. Z tego wynika granica strefy zagrożonej.

Uważa się, że świnie na ogół są mniej wrażliwe na zakażenie FMDV niż bydło. Notowano przypadki, że świnie nie zapadały na pryszczycę , mimo że w tej samej zagrodzie chorowały krowy. Z drugiej strony, chorujące świnie wydalają około 1000 razy więcej wirusa niż zainfekowane bydło. Zaskakujący jest fakt niewystępowania nosicielstwa FMDV u trzody chlewnej. Krowy, które przechorowały pryszczycę mogą być nosicielami tego zarazka do 3 lat po infekcji, a owce do 6-10 miesięcy.

Patogeneza

Bramą wejścia FMDV do organizmu wrażliwej świni jest najczęściej przewód pokarmowy i uszkodzona skóra (bydło i owce zakażają się przede wszystkim prze układ oddechowy). W okresie posocznicy wirus wędruje między innymi do tkanek epiteliotropowych, w których po 2-4 dniach powstają pęcherze. U świń predylekcyjnym miejscem ich powstawania jest okolica racic. Przebieg choroby jest wyraźnie ostrzejszy u prosiąt i warchlaków. U tuczników i loch po pęknięciu pęcherzy ilość FMDV w organizmie szybko spada i zaczyna się okres rekonwalescencji.

Objawy kliniczne

Objawy kliniczne pryszczycy oraz okres inkubacji, podobnie jak i wielu innych chorób zakaźnych, zależą od wielkości dawki wirusa, sposobu transmisji oraz gatunku zakażonego zwierzęcia. U świń mogą ujawnić się już w 24 godziny do 10 dni po infekcji. W sporadycznych przypadkach czas ten jest nawet dłuższy. W stadzie choroba rozprzestrzenia się błyskawicznie. U świń pierwsze objawy kliniczne choroby są mnie przekonywujące niż u bydła. Sygnałem alarmowym, który powinien zwróci uwagę, że dzieje się coś niedobrego jest brak apetytu i wysoka sięgająca 41^o wewnętrzna ciepłota ciała (w.c.c.). Charakterystycznym objawem są trudności ze wstawaniem zwierząt spowodowane bolesnością racic. Znamienna jest wysoka śmiertelność wśród prosiąt. Wymienione objawy nie zawsze zauważane są przez hodowcę. Z reguły pierwszym zaobserwowanym przez niego symptomem choroby jest nagłe pojawienie się kulawizny u wielu osobników, zazwyczaj w pierwszej kolejności u loch, a później u tuczników. Kulawizna związana jest ze zmianami w dolnych częściach kończyn – szczególnie w okolicy nadgarstków, w skórze koronek racic i szparze międzyracicowej. Zwierzęta nie chcą wstawać ani chodzić, a zmuszone do ruchu kuleją i kwiczą. Objawy kulawizny są szczególnie widoczne w chlewniach, w których świnie utrzymywane są bez ściółki. W tym okresie można już zauważyć pęcherzyki w okolicach racic. Pojawiają się one również na tarczy ryjowej i błonie śluzowej policzków. Niekiedy pęcherze mogą uwidocznić się na grzbietowej powierzchni języka, a u loch na gruczole mlekowym. Chore świnie intensywnie ślinią się i mlaskają. Po kilkunastu godzinach lub kilku dniach pęcherzyki pękają tworząc płaskie owrzodzenia o ciemnoczerwonym dnie. W kolejnych dniach stan zdrowotny zwierząt poprawia się. Zwierzęta zaczynają jeść i po około 2 tygodniach owrzodzenia goją się bez wytworzenia blizn. W przypadku zakażenia loch prośnych wysoka gorączka związana z wyrzutem cytokin może być przyczyną poronień.

Warto zauważyć, że w przypadku bydła typowe zmiany kliniczne obserwuje się przede wszystkim w jamie gębowej oraz na racicach, podczas gdy u świń widoczne są one głównie na racicach.

U owiec, około 25% zakażonych osobników nie wykazuje żadnych objawów choroby, u kolejnych 25% występują jedynie niewielkie, pojedyncze zmiany na racicach.

Padnięcia zwierząt stada podstawowego (lochy, knury) i tuczników z powodu pryszczycy nie przekraczają 5%. W odniesieniu do prosiąt i warchlaków mogą dojść do 50%.

Diagnostyka laboratoryjna

Do badania laboratoryjnego próbki pobiera się w ostrej fazie choroby. Najbardziej przydatny materiał biologiczny to: nabłonek z niepękniętych lub świeżo pękniętych pęcherzy, płynna zawartość pęcherzy, krew pełna w okresie wiremii pobrana na antykoagulant (np. EDTA), śluz gardłowo-przełykowy. Materiałem biologicznym do badań serologicznych ukierunkowanych na wykrycie specyficznych przeciwciał przeciwko wirusowi pryszczycy może być także krew/surowica. Odpowiednia temperatura transportu do laboratorium oraz jakość tych próbek mają decydujący wpływ na wiarygodną diagnostykę laboratoryjną. Badania laboratoryjne w kierunku pryszczycy wykonywane są wyłącznie przez Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy w Puławach (PIWet-PIB).

Metody diagnostyczne stosowane w PIWet-PIB są zgodne z podręcznikiem WOAH „Testy diagnostyczne i szczepionki dla zwierząt lądowych”. Do wykrywania wirusa/antygenu/materiału genetycznego wirusa stosuje się rutynowo: metodę izolacji wirusa w hodowli wrażliwych komórek, test ELISA oraz techniki detekcji wirusowego RNA: są nimi konwencjonalny RT-PCR oraz metoda ilościowa w czasie rzeczywistym – real-time RT-PCR.

W ostatnich latach do diagnostyki pryszczycy wykorzystuje się coraz powszechniej metody, które mogą być stosowane bezpośrednio w terenie, bez konieczności transportu próbek do laboratorium.

Zwalczanie

Pryszczyca znajduje się na liście chorób podlegających obowiązkowi rejestracji i zwalczania z urzędu. Podlega obowiązkowi zgłaszania do WOAH. Podstawowym aktem normatywnym regulującym zwalczanie m.in. FMD w krajach członkowskich UE jest Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady z 2016 r. w sprawie przenośnych chorób zwierząt. Rozporządzenie to weszło w życie w 2021 r. Zasadniczym krajowym aktem prawnym dotyczącym zwalczania FMD jest rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z 2006 r. w sprawie szczegółowego sposobu i trybu zwalczania pryszczycy. Ponadto, sposób i tryb postępowania przy FMD zawierają inne przepisy normatywne krajowe, takie jak: ustawa z 2004 r. o ochronie zdrowia zwierząt oraz zwalczaniu chorób zakaźnych zwierząt oraz rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 17 grudnia 2004 r. w sprawie określenia jednostek chorobowych, sposobu prowadzenia kontroli oraz zakresu badań kontrolnych zakażeń zwierząt.

W Polsce, podobnie jak w innych krajach UE, pryszczyca zwalczana jest wyłącznie metodami administracyjnymi. Jeżeli potwierdzone zostanie ognisko pryszczycy, dokonuje się uboju i utylizacji zwierząt zakażonych oraz podejrzanych o zakażenie (tzw. stamping out). Wprowadza się zakaz przemieszczania zwierząt i produktów zwierzęcych w strefach zapowietrzonej (co najmniej 3 km wokół ogniska) oraz zagrożonej (co najmniej 10 km).

Podobnie jak w całej UE nie stosuje się w naszym kraju szczepień profilaktycznych przeciwko pryszczycy. Powyższe wynika z faktu utraty statusu „kraju wolnego od pryszczycy” przez kraje wykorzystujące w zwalczaniu tej zarazy szczepionki.

Ze względów epizootiologicznych, – w celu ograniczenia możliwości szerzenia się infekcji, – dopuszczalne jest w określonych sytuacjach wprowadzenie szczepień pierścieniowych, pod warunkiem, że zwierzęta zaszczepione będą w ostatecznej fazie zwalczania choroby traktowane tak jak zakażone. Światowa Organizacja Zdrowia Zwierząt różnicuje kraje bądź regiony na wolne od pryszczycy bez szczepień, wolne od pryszczycy ze szczepieniami, z zawieszeniem statusu z/bez szczepień oraz o statusie niezdefiniowanym. Tylko kraje wolne od pryszczycy nieprowadzące szczepień nie podlegają żadnym restrykcjom w handlu zwierzętami oraz produktami zwierzęcego pochodzenia.

Podsumowując, hodowcy i producenci trzody chlewnej muszą mieć świadomość tego, że wirus FMD może przedostać się do ich gospodarstw i wywołać chorobę u zwierząt. Muszą także zdawać sobie sprawę z faktu, że wystąpienie pryszczycy u bydła ma takie same konsekwencje dla producentów bydła, jak i świń. Z tego powodu zarówno jedni, jak i drudzy powinni zrobić wszystko, by wirus nie przedostał się do ich stad.

Zygmunt Pejsak
Wydział Medycyny Weterynaryjnej
Uniwersytet Rolniczy w Krakowie

Diagnostyczne badania laboratoryjne – narzędzie nieodzowne w zwalczaniu

zakaźnych i niezakaźnych chorób świń

Diagnostyka laboratoryjna jest niezwykle ważnym i przydatnym w praktyce narzędziem w zwalczaniu chorób zwierząt, w tym chorób świń. Niestety z wielu powodów lekarze weterynarii oraz hodowcy zwierząt w znacznej swojej części nie doceniają znaczenia i przydatności badań laboratoryjnych w rozpoznawaniu przyczyn zachorowań oraz opracowywaniu strategii ich zwalczania. Zarówno w odniesieniu do chorób niezakaźnych, jak i zakaźnych weterynaryjna diagnostyka laboratoryjna jest podstawą ich skutecznego zwalczania.

Należy podkreślić, że badania laboratoryjne mają znaczenie nie tylko w ograniczaniu strat w produkcji zwierzęcej, w tym trzody chlewnej, ale też ze względu na identyfikowanie w wymienionym rezerwuarze chorobotwórczych drobnoustrojów oraz określanie ich lekowrażliwości, co zostanie przedstawione oddzielnie.

Niniejszy artykuł poświęcony zostanie zasadom wykorzystywania badań laboratoryjnych w rozpoznawaniu chorób zakaźnych.

Obserwowany, szczególnie w okresie ostatnich 40 lat ogromny postęp w obszarach: biochemii, bakteriologii, wirusologii, immunologii, biologii molekularnej i genetyki doprowadził do niebywałego postępu w zakresie sprawności metod diagnostycznych (swoistość, czułość) oraz szybkości ich wykonania i kosztochłonności. Aktualnie dysponujemy niezwykle zróżnicowanymi metodami rozpoznawczymi przeznaczonymi do wykrywania patogenów bakteryjnych, wirusowych czy pasożytniczych (tabele: 1, 2 i 3).

Wydaje się, że jedną z przyczyn ciągle ograniczonego w naszym kraju zainteresowania części lekarzy weterynarii praktyków diagnostyką laboratoryjną jest brak stałego dialogu między specjalistami z laboratoriów a praktykami. Ważnymi czynnikami w omawianym zakresie były w przeszłości także: ograniczony zakres usług oferowanych przez niektóre laboratoria, a z drugiej, niepełna wiedza praktyków w zakresie interpretacji wyników badań.

Tabela 1. Wykrywanie patogenów, ich antygenów lub swoistych przeciwciał

Tabela 2. Wykrywanie kwasu nukleinowego czynnika patogennego

Tabela 3. Badania serologiczne – wykrywanie przeciwciał w surowicy

Wykorzystywanie diagnostyki laboratoryjnej

Diagnostyka laboratoryjna jest szczególnie przydatna w rozpoznawaniu chorób i zespołów chorobowych oraz infekcji o etiologii wieloczynnikowej, które aktualnie dominują. Jest ona również istotna w wykrywaniu chorób o przebiegu nietypowym lub podklinicznym.

W przypadku chorób zakaźnych wywołanych wyłącznie przez jeden czynnik etiologiczny, charakteryzujących się ogólnym zakażeniem, czyli posocznicą (septicaemia) przy występowaniu dość często nietypowych objawów klinicznych i zmian sekcyjnych, w pełni trafne i szybkie ich rozpoznanie wymaga wykorzystania określonych laboratoryjnych testów diagnostycznych.

Ważną i najczęściej występującą obecnie u świń grupę chorób, nazywanych zespołami lub syndromami chorobowymi, stanowią infekcje o etiologii wieloczynnikowej. Są to choroby o etiologii charakteryzującej się udziałem kilku drobnoustrojów, spośród których z reguły jeden gatunek inicjuje zachorowanie. Ważną rolę w ujawnianiu się tych chorób odgrywają warunki środowiskowe. Przeprowadzone kilka lat temu w Polsce badania uwidoczniły w sposób pośredni (obecność przeciwciał) lub bezpośredni (izolacja czynnika patogennego), że krajowe stada świń z reguły zainfekowane są co najmniej dwoma różnymi czynnikami patogennymi. W ponad 60% stad stwierdzono jednoczesne występowanie co najmniej 4 różnych patogenów; najczęściej cirkowirusa świń (PCV2), wirusów grypy świń (SIV), Mycoplasma hyopnemumoniae (MhP) i Actinobacillus pleuropneumoniae (App).

Znane są też infekcje, które mają niekiedy przebieg podkliniczny (np. salmonelloza świń). W takich przypadkach badanie laboratoryjne jest wyłączną podstawą identyfikowania i eliminowania tego rodzaju rezerwuarów zakażenia. W efekcie przeciwdziała to szerzeniu się infekcji do stad świń wolnych od tego patogenu.

Metody badań laboratoryjnych, którymi dysponujemy umożliwiają odpowiedź nie tylko na pytanie, czy chlewnia zakażona jest takim czy innym czynnikiem patogennym (badanie jakościowe), ale także na pytanie, jaka jest intensywność zakażania stada (badanie ilościowe) oraz jaka jest lekowrażliwość wykrywanych drobnoustrojów bakteryjnych.

            Diagnostyczne badania ilościowe odgrywają rolę przy wykrywaniu przyczyn zespołów chorobowych wywołanych przez drobnoustroje występujące ubikwitarnie (drobnoustroje wszędobylskie) – np. cirkowirusy świń (PCV2). W tym przypadku o uznaniu PCV2 za przyczynę zachorowań świń decyduje nie sam fakt wykrycia PCV2, ale dowiedzenie obecności dużej ilości tego wirusa w badanych węzłach chłonnych.

Badania serologiczne

Próby diagnostyczne, w których istotnym czynnikiem są przeciwciała swoiste dla czynnika wywołującego chorobę wskazują przede wszystkim na fakt kontaktu zwierzęcia z danym patogenem. Umożliwiają także jakościową ocenę towarzyszącej zakażeniu odpowiedzi immunologicznej, dostarczając informacje niezbędne do wnioskowania o przebiegu infekcji.

            Istnieją dwa rodzaje wyników ilościowych testów serologicznych. Pierwszy, jak seroneutralizacja (SN), wyraża się końcowym rozcieńczeniem lub mianem przeciwciał. W drugim, jak np. test immunoenzymatyczny ELISA, określeniem ilości przeciwciał w badanej próbce (odpowiednika miana surowicy przy zastosowaniu innych testów serologicznych, np. odczynu aglutynacji). Powyższego dokonuje się przez porównanie gęstości optycznej, czyli OD (optical density) surowicy badanej z OD surowicy standardowej (czyli surowicy kontrolnej dodatniej o progowym jednoznacznie dodatnim stężeniu przeciwciał). W tym celu dzieli się wartość OD surowicy badanej, czyli pobranej do badania próbki (S, ang. sample, czyli próbka) przez wartość OD surowicy kontrolnej dodatniej zestawu (P, czyli ang. positive = dodatni). Otrzymana liczba charakteryzująca stosunek S/P określa ilość przeciwciał obecnych w surowicy badanej. Wartości S/P niższe od ustalonej wartości progowej (np. 0,4) uznawane są jako wyniki ujemne. Nie oznacza to, że surowica, dla której w teście ELISA uzyskano wartość S/P niższą niż 0,4 nie zawiera przeciwciał. Mogą być one obecne, jednak ich poziom znajduje się poniżej założonego progu czułości danego testu diagnostycznego.

Wynik badania serologicznego może też zależeć od: dawki zakaźnej, trwania infekcji, przebiegu klinicznego, od tego, czy choroba ma charakter systemowy czy miejscowy lub też stanowi wynik infekcji mieszanej. Pewien wpływ na powyższe może mieć wiek, względnie kondycja zwierzęcia. Na poziom odpowiedzi immunologicznej wpływ może też mieć inna infekcja oraz szczepienie przeciw tej infekcji lub innym chorobom zakaźnym, co łączy się z tzw. negatywną fazą odporności. Należy pamiętać, że tego rodzaju dodatkowe czynniki mogą prowadzić do fałszywie dodatnich lub fałszywie ujemnych wyników serologicznych, co jednak nie dewaluuje wartości badań serologicznych w diagnostyce chorób zakaźnych.

      Istnieją tkwiące w laboratorium przyczyny różnic w wynikach badań serologicznych tej samej próbki surowicy. Odnoszą się do sprawności pracujących wykonawców technicznych, jak również odczytujących wyniki. W grę wchodzi też różna jakość zestawów diagnostycznych, a nawet poszczególnych odczynników.

Trafność prowadzonych badań laboratoryjnych zależy nie tylko od zastosowanej techniki badawczej i prawidłowości wykonania testu, ale także od właściwego pobrania i przekazania do laboratorium materiału do badań. Należy podkreślić, że niezwykle ważne znaczenie odgrywa liczba pobranych i badanych próbek. Dla przykładu mało przydatne, a często wprowadzające w błąd jest badanie serologiczne techniką ELISA próbek pojedynczych. Wspomniany test uznaje się za tak zwany test stadny, a nie test przeznaczonych do badań pojedynczych osobników.

Fałszywe wyniki badań laboratoryjnych

Należy zdawać sobie sprawę, że z różnych powodów w badaniach laboratoryjnych mogą pojawić się wyniki fałszywie dodatnie lub też rezultaty fałszywie ujemne.

Istnieją cztery wzajemnie wykluczające się kategorie wyników:

1. rzeczywiście pozytywne wyniki (dodatnie w teście z próbką od świń rzeczywiście zakażonych),

2. fałszywie negatywne (ujemne w teście z próbką od świń rzeczywiście zakażonych),

3. fałszywie pozytywne (dodatnie w teście z próbką od świń niezakażonych),

4. rzeczywiście negatywne (ujemne w teście z próbką od niezakażonych świń).

Czułość i swoistość metod badawczych

Ważnymi cechami każdego testu diagnostycznego są czułość i swoistość. Inna jest definicja czułości testu wykonywanego w celu rozpoznania choroby zakaźnej oraz dla celów epidemiologicznych, a czułości testu stosowanego w analityce. W pierwszym przypadku chodzi o wykrycie możliwie dużej liczby zwierząt danego stada rzeczywiście pozytywnych. W drugim przypadku, czyli badań analitycznych, określenie „czułość” dotyczy wykrywania za pomocą testu: występującej w próbce najmniejszej liczby bakterii lub najmniejszej ilości DNA, toksyny względnie przeciwciała. Immunologicznie bardziej czuły test (ELISA w porównaniu z SN) wykrywa zatem przeciwciała wcześniej w trakcie procesu infekcyjnego u indywidualnej świni. W diagnozie stada, w którym częstość występowania zwierząt zakażonych jest średnia do wysokiej, a świnie są w różnych stadiach infekcji – potrzeba wysokiej czułości testu nie musi być szczególnie duża dla sformułowania rozpoznania, że w stadzie występują świnie zakażone. Taki wynik odnosi się do wchodzącego w grę stada, a nie wyłącznie do jednego lub kilkunastu zbadanych osobników.

Test polimeryzacji łańcuchowej (PCR) zastosowany do identyfikacji Mycoplasma (M.) hyopneumoniae ma zdolność wykrywania do 400 drobnoustrojów w jednej próbce. Jeżeli badana jest próbka z tchawiczo-oskrzelowej popłuczyny, to PCR prawidłowo wykrywa ponad 80% eksperymentalnie zakażonych wymienionym drobnoustrojem świń.

            Pojęcie swoistości odnosi się do testu, który poprawnie identyfikuje niezakażone świnie jako rzeczywiście negatywne, a zakażone jako rzeczywiście pozytywne. Test z 90%-ową swoistością prawidłowo klasyfikuje 90% niezakażonych świń jako negatywne i 10% świń jako zakażone (fałszywie pozytywne).

            Fałszywie pozytywny wynik może być związany z podobieństwem antygenowym lub innymi właściwościami (np. DNA) czynnika wywołującego chorobę i innych gatunków drobnoustrojów wywołujących inne choroby niż ta, o którą chodzi. Niejednokrotnie badając próbki z migdałków świń przy użyciu PCR w kierunku Actinobacillus pleuropneumoniae (App) uzyskiwano, obok wyników trafnych, również fałszywie dodatnie wskazujące na występowanie A. suis, A. minor, A. equuli, A. lignieresi, A. porcitonsillarum, Streptococcus suis i Haemophilus parasuis. Na podstawie badań wykonywanych w swoim czasie, między innymi w Instytucie Weterynarii w Puławach, można wręcz stwierdzić, że ze względu na obecność w migdałkach wielu różnych patogenów, co jest zjawiskiem typowym, ten materiał biologiczny nie nadaje się do badań w kierunku App. Badając zeskrobiny z migdałków w kierunku App testem PCR otrzymywano zawsze wyniki ujemne. Badając zaś płuca tych samych świń w tym samym kierunku w około 50% uzyskiwano rezultaty dodatnie. Powyższe wskazuje jak ważny z omawianego punktu widzenia jest dobór materiału do badań.

Niewdzięcznym materiałem do badań serologicznych w kierunku brucelozy świń jest surowica krwi. Nierzadko próby dają wynik dodatni w kierunku brucelozy, czego przyczyną w niektórych przypadkach może być Yersinia spp., a nie brucelle.

Strategia DIVA

W zwalczaniu wielu chorób zakaźnych niezwykle ważną, z epidemiologicznego punktu widzenia, rolę odgrywa możliwość serologicznego odróżnienia zwierząt szczepionych od zakażonych. W tym celu opracowane zostały testy, które umożliwiają odróżnienie przeciwciał indukowanych w organizmie immunizowanego zwierzęcia przez wirus szczepionkowy specjalnie w tym celu genetycznie modyfikowany od przeciwciał wytworzonych pod wpływem terenowego wirusa zjadliwego. Powyższe określane jest jako strategia DIVA (Differentiation of Infected from Vaccinated Animals). Wykorzystywanie strategii DIVA umożliwia prowadzenie szczepień, które z reguły zasadniczo ograniczają siewstwo wirusa i ilość wirusa w stadzie oraz eliminację zwierząt zainfekowanych. Osobniki zainfekowane szczepem terenowym można serologicznie odróżnić od niezakażonych, ale szczepionych. Można też odróżnić świnie szczepione i mimo to zakażone od zwierząt niezainfekowanych. Dzięki temu można ze stada szczepionego eliminować stopniowo wszystkie zwierzęta zakażone i pozostawiać w nim tylko osobniki zaszczepione i niezainfekowane. Technikę DIVA z powodzeniem wykorzystuje się między innymi w zwalczaniu choroby Aujeszkyego. Możliwe jest wykorzystanie tej metody także w przypadku zwalczania klasycznego pomoru świń. U bydła metodę tę wykorzystuje się w zwalczaniu IBR-IPV i BVD – MD.

Diagnostyka laboratoryjna chorób wywołanych przez drobnoustroje warunkowo chorobotwórcze

Choroby świń wywołane przez warunkowo chorobotwórcze drobnoustroje, np. kolibakteriozę, a w tym chorobę obrzękową, stanowią pewien problem w diagnostyce laboratoryjnej w tym sensie, że 100% zwierząt w stadzie może być ich nosicielami np. szczepu Escherichia coli serogrupy 0138 lub 0139, a mimo to żadne zwierzę nie zachorowuje w jednym przypadku. W drugim, identycznym w sensie nosicielstwa takich drobnoustrojów, zachorowuje na kolibakteriozę świń, w tym na chorobę obrzękową, znaczny ich odsetek. Trudno wtedy mówić o czułości i swoistości testu, który wykrywać może wszystkie zwierzęta zakażone, a mimo to nie ma to znaczenia w aspekcie wystąpienia choroby.

Ograniczenia diagnostyki laboratoryjnej

Negatywny wynik badania próbek niekoniecznie wyklucza obecność patogenu jako przyczyny choroby. Ma to miejsce zwłaszcza wtedy, kiedy zastosowany test cechuje się niskiego stopnia czułością i swoistością. Fałszywie ujemne wyniki, jak niewykazanie czynnika wirusowego lub bakteryjnego, mimo że występuje w organizmie świni, mogą mieć miejsce z różnych powodów. Są nimi nierównomierna koncentracja, a nawet brak w badanych próbkach czynnika chorobowego. Długi okres trwania choroby może prowadzić do zmniejszenia ilości bakterii lub wirusów poniżej granicy wykrywalności użytego testu. To samo może dotyczyć wykrywania swoistych przeciwciał. Wykorzystywany test może uwzględniać identyfikację wyłącznie określonej grupy szczepów danego gatunku drobnoustroju. Dla przykładu ma to miejsce w diagnostyce serologicznej pleuropneumonii. W tym przypadku dostępne są testy serologiczne pozwalające na wykrycie poszczególnych serotypów App. Zastosowanie testu przeznaczonego do wykrywania serotypu 13 nie pozwoli na wykrycie serotypu 5 App. Warunki, w których pobierano, przesyłano lub przetrzymywano próbki do badań też mogą odegrać istotną rolę w formułowaniu błędnych wyników. Przykładowo, niewłaściwe pobranie próbki, wysoka temperatura, w której ją transportowano do laboratorium, zbyt długi czas od pobrania do wykonania próby mogą mieć znaczenie decydujące.

Identyfikacja ważnych diagnostycznie odcinków DNA możliwa jest nawet po bardzo długim okresie od pobrania próbek. Jednakże fałszywie negatywne wyniki w przypadku próbek z kału, przy zastosowaniu PCR, w kierunku różnych jelitowych patogenów, mogą być uzyskane bezpośrednio po pobraniu materiału do badań. Przyczyną fałszywie ujemnych wyników PCR mogą być w tym przypadku hamujące substancje występujące w kale. Fałszywie ujemne wyniki infekcji bakteryjnych mogą występować, jeśli materiał biologiczny pobrano od świń leczonych antybiotykami. W przypadku badań bakteriologicznych zdarza się to także, gdy próbki z różnych powodów poddano procesowi sterylizacji.

            Najczęstszą przyczyną wyników fałszywie ujemnych są błędy popełniane w trakcie pobierania próbek (źle pobrane wymazy z nosa, zbyt późno pobrane próbki od padłych zwierząt, wybór niewłaściwych osobników do próbkobrania itp.). Przede wszystkim pracownicy laboratoriów, ale także lekarze praktycy powinni zdawać sobie sprawę, że pomimo wielu zabezpieczeń mogą zdarzyć się „seryjne” fałszywie dodatnie wyniki w teście PCR. Problem ten pojawia się wtedy, gdy dojdzie do kontaminacji (zanieczyszczenia laboratorium) materiałem genetycznym (DNA), który poszukujemy.

Warto pamiętać, że wyniki badań laboratoryjnych mogą być ważnym dowodem niewystępowania lub eradykacji danego czynnika chorobotwórczego ze stada.

Podsumowanie

W podsumowaniu warto podkreślić, że warunkami determinującymi przydatność badań laboratoryjnych w praktyce jest wysoka kompetencja wykonujących badania specjalistów, właściwe wyposażenie laboratoriów oraz profesjonalizm zlecających badania lekarzy praktyków czy też lekarzy weterynarii z inspekcji weterynaryjnej. Należy mieć świadomość, że tak jak to ma miejsce w każdej dziedzinie, także w odniesieniu do laboratoriów zasadne jest korzystanie z tych, które cieszą się szczególnym zaufaniem, na które pracuje się latami.

WETERYNARIA

Artykuł promocyjny

Wrzody żołądka u tuczników – narastające wyzwanie w intensywnej produkcji

Coraz częściej pojawiają się tam, gdzie każdy dodatkowy kilogram przyrostu ma znaczenie. Wrzody żołądka u tuczników to cichy, ale groźny przeciwnik – potrafi wpłynąć na zdrowie całego stada, a w efekcie na opłacalność produkcji. Jak sobie z nim poradzić?

W ostatnich latach schorzenie to stało się istotnym problemem, dotykającym coraz większej liczby ferm trzody chlewnej, szczególnie w intensywnych i integracyjnych systemach chowu. Wrzody mogą pojawić się u kilku, kilkunastu procent zwierząt w jednym stadzie, prowadząc do poważnych strat ekonomicznych. Tuczniki dotknięte wrzodami często wykazują wolniejsze przyrosty masy ciała, a w skrajnych przypadkach nagłe upadki, co generuje bezpośrednie straty finansowe. Wszystko to sprawia, że problem wymaga wzmożonej uwagi zarówno ze strony hodowców, żywieniowców, jak i lekarzy weterynarii.

 Wrzody żołądka u tuczników – narastające wyzwanie w intensywnej produkcji

Objawy kliniczne wrzodów żołądka są stosunkowo łatwe do rozpoznania – zwierzęta wykazują zmniejszenie apetytu, bladość skóry i błon śluzowych, ciemny, smolisty kał oraz pogorszenie kondycji, a następnie nagłe upadki. – Jeśli hodowca nie zareaguje w odpowiednim momencie, problem może narastać błyskawicznie, rozprzestrzeniając się w stadzie – tłumaczy lek. wet. Leszek Dzieńkowski.

Przyczyny powstawania wrzodów żołądka u tuczników są złożone i wynikają z kombinacji czynników środowiskowych, żywieniowych i zdrowotnych. Jednym z kluczowych czynników jest jakość paszy. Tuczniki, będące zwierzętami o szybkim tempie wzrostu, są żywione paszami wysokoenergetycznymi, często o bardzo drobnej strukturze. Frakcja paszy o rozmiarze poniżej 500 mikronów uszkadza delikatną błonę śluzową żołądka, co zwiększa ryzyko nadżerek i wrzodów. Niedobór włókna dodatkowo osłabia naturalną barierę ochronną, a zła jakość tłuszczów i nadmiar mikroelementów (żelaza, miedzi czy cynku) zakwaszają treść pokarmową, czyniąc środowisko jeszcze bardziej agresywnym.

Stres, nieodłączny element intensywnych systemów chowu, potęguje problem. – Przegęszczenie, hałas, niepokój, częste zmiany w stadzie czy brak dostępu do paszy wywołują wzrost poziomu kortykosteroidów, zaburzając równowagę fizjologiczną i zwiększając wydzielanie kwasu solnego w żołądku, co z kolei prowadzi do uszkodzeń śluzówki – mówi lekarz weterynarii. Znaczącą rolę odgrywają też czynniki zdrowotne. Infekcje, zwłaszcza Helicobacter pylori, uszkadzają błonę śluzową i sprzyjają powstawaniu wrzodów. Niedobory witaminy E i selenu, kluczowych w procesach regeneracji tkanek i ochrony przed stresem oksydacyjnym, zwiększają podatność żołądka na uszkodzenia. Na występowanie wrzodów ma również wpływ niedobór witaminy K, niezbędnej dla prawidłowego krzepnięcia krwi i ograniczania krwawień z nadżerek.

Wrzody żołądka wpływają niekorzystnie na wydajność produkcyjną. Wolniejsze przyrosty masy ciała to wydłużony czas tuczu, wyższe koszty żywienia, większe ryzyko wystąpienia innych chorób i ogólny spadek opłacalności produkcji. W obliczu tych zagrożeń niezbędne jest wdrożenie skutecznych działań profilaktycznych. Na pierwszy plan wysuwa się optymalizacja struktury paszy. – W przypadku granulowanych mieszanek należy zadbać o właściwą frakcję cząstek – niektóre surowce, takie jak mąka pełniąca funkcję kleju, mogą w nadmiarze sprzyjać uszkodzeniom śluzówki. Czasem lepszym rozwiązaniem okazuje się przejście z paszy granulowanej na sypką, aby ograniczyć problem nadżerek. Wzbogacenie diety o włókno, zapewnienie odpowiedniej ilości białka oraz suplementacja witaminy E, selenu i witaminy K wspomagają regenerację śluzówki i łagodzą skutki kwasowego odczynu treści żołądkowej – radzi Leszek Dzieńkowski.

Minimalizacja stresu jest kolejnym istotnym elementem profilaktyki. Zapewnienie przestronnych kojców, ograniczenie hałasu, unikanie gwałtownych zmian w stadzie czy regularne dostarczanie paszy zapobiegają wywoływaniu reakcji stresowych. Wzmocniona profilaktyka jest konieczna także wtedy, gdy wiadomo, że genetyka tuczników sprzyja powstawaniu wrzodów lub gdy stado jest zagrożone innymi chorobami, np. cirkowirozą, a zwierzęta nie zostały zaszczepione.

W tym kontekście warto sięgnąć po nowoczesne preparaty, takie jak WRZODEX Premium. Ten bioaktywny środek tworzy na błonie śluzowej ochronną warstwę zapobiegającą dalszym uszkodzeniom. Jego receptura oparta jest na ekstraktach ziołowych, organicznym cynku i kwasie hialuronowym. Siemię lniane i korzeń prawoślazu działają kojąco, łagodząc podrażnienia i przyspieszając regenerację. Kozieradka i lukrecja wspomagają procesy trawienne oraz wykazują działanie przeciwbakteryjne, szczególnie względem Helicobacter pylori, podobnie jak aldehyd cynamonowy, który jest bardzo skuteczny przeciwko tej bakterii. Cynk ogranicza nadmierne wydzielanie kwasu solnego, a kwas hialuronowy dodatkowo powleka śluzówkę, zapewniając jej ochronę przed kwasem żołądkowym.

W zależności od sytuacji WRZODEX Premium można stosować interwencyjnie lub profilaktycznie. – W ostrej fazie wrzodów dawka wynosi 1 litr na 1000 litrów wody przez 3-5 dni, co pomaga zatrzymać rozwój choroby. Jeśli genetyka tuczników wskazuje na wysoką podatność na wrzody, warto wdrożyć profilaktykę pulsacyjną, podając 0,5 litra na 1000 litrów wody przez 3-5 dni w krytycznych momentach, np. przy masie zwierząt około 50 i 70 kg. Szczególną czujność warto zachować podczas sytuacji stresowych i po przebytych chorobach, takich jak APP, aby nie dopuścić do pojawienia się wrzodów – tłumaczy specjalista.

Działania profilaktyczne powinny iść w parze z eliminacją przyczyn problemu. Stosowanie WRZODEX Premium to ważny element kompleksowego podejścia, które obejmuje również optymalizację struktury i jakości paszy, zapewnienie odpowiednich warunków środowiskowych oraz dbałość o profil szczepień. Im wcześniej zidentyfikujemy zagrożenie i wdrożymy odpowiednie środki, tym większa szansa na uniknięcie strat i zapewnienie lepszego dobrostanu zwierzętom.